病毒感染复数 (MOI) 计算器
感染复数（Multiplicity of Infection，MOI）是每个靶细胞平均受到的病毒颗粒（或细菌）数量，是病毒学、基因递送与感染实验中最基础的设计参数之一。
基本用量计算
所需感染单位（IU）= MOI × 细胞数 N
所需病毒体积（mL）= 所需 IU ÷ 病毒滴度（IU/mL）
验证算例：5×10⁵ 个细胞，目标 MOI = 3，病毒滴度 = 1×10⁸ TU/mL：
- 所需 IU = 3 × 500,000 = 1,500,000 TU
- 所需体积 = 1,500,000 ÷ 100,000,000 = 0.015 mL = 15 µL
泊松分布与感染率
当每个病毒颗粒独立随机感染细胞时，每个细胞接受的病毒颗粒数服从泊松分布（Poisson distribution），参数 λ = MOI，由此推导：
未被感染的概率 P(0) = e^(−MOI)
恰好感染一次 P(1) = MOI × e^(−MOI)
至少感染一次 P(≥1) = 1 − e^(−MOI)
常用 MOI 对应的理论感染率（验证：MOI = 1 时，P(≥1) = 1 − e^(−1) ≈ 0.632，即 63.2%）：
| MOI | 感染率 P(≥1) | 单次感染 P(=1) |
|---|---|---|
| 0.1 | 9.5% | 9.1% |
| 0.3 | 25.9% | 22.2% |
| 1.0 | 63.2% | 36.8% |
| 3.0 | 95.0% | 14.9% |
| 5.0 | 99.3% | 3.4% |
| 10.0 | >99.9% | 0.05% |
单拷贝整合实验（克隆分析、插入位点追踪）要求 MOI ≤ 0.3。 真正该看的不是总感染率，而是被感染细胞中只含 1 个病毒的比例，即 P(=1) ÷ P(≥1)： MOI 0.3 时是 85.7%，MOI 1.0 时降到 58.2%，MOI 3.0 时只剩 15.7%。 结果里单列了这一项。
由实测感染率反算 MOI
若已通过流式细胞术或荧光显微镜测得感染率 f，可反推实际 MOI：
实际 MOI = −ln(1 − f)
验证：GFP 阳性率 f = 0.85，则实际 MOI = −ln(1 − 0.85) = −ln(0.15) ≈ 1.90。
注意：当 f ≥ 0.99 时，ln 函数斜率趋于无穷，反算结果不可靠，实验上无法可靠区分 MOI 4.6 与 MOI 10 的差异。
适用边界与常见错误
1. 滴度单位须与实验系统匹配：慢病毒常用 TU/mL（转导单位），腺病毒用 VP/mL 或 IFU/mL，噬菌体用 PFU/mL，细菌用 CFU/mL。本工具不区分单位，混用会导致结果错误。
2. 滴度具有细胞系依赖性：慢病毒 TU/mL 通常在 293T 细胞上测定，用于其他细胞系时实际效率可能相差数倍，计算值仅为起点参考。
3. 泊松模型在极高 MOI（> 50）时精度下降：此时细胞表面受体趋于饱和，实际感染率低于理论预测，模型不再适用。
4. 感染体积不应过大：通常要求感染时病毒体积不超过培养基总量的 10%，以免稀释效应降低感染效率；必要时先超速离心浓缩病毒上清。
常见问题
MOI 为 1 时为什么不是 100% 的细胞被感染？
泊松分布的随机性决定了即使平均每个细胞分配到 1 个病毒，也有约 37%（= e^(−1) ≈ 0.368）的细胞一个都分不到，同时约 18% 的细胞会被 2 个以上病毒同时感染。
慢病毒制备稳定细胞系时应选多大的 MOI？
若要确保单拷贝整合（如功能筛选、整合位点分析），建议 MOI ≤ 0.3，此时被感染的细胞中超过 90% 来自单次整合事件。若只追求高转导率，MOI 3–5 通常足够，理论感染率约 95%–99%。
病毒原液算出来的体积不到 1 µL，怎么操作？
先将原液用培养基做 1:10 稀释，把输入的病毒滴度改为原来的 1/10，重新计算即可获得可操作体积（通常 ≥ 5 µL）。稀释操作需在冰上进行，避免反复冻融导致滴度下降。
p24 ELISA 测出的 ng/mL 能直接当感染单位用吗？
不能。p24 反映物理颗粒数，不等于功能性感染单位（TU/mL）。需在目标细胞上做功能性滴定（流式检测荧光蛋白阳性率或荧光灶计数），才能得到本工具所需的 IU/mL。
细菌侵袭实验（如 Salmonella、Listeria）也能用这个公式吗？
基本用量公式（CFU = MOI × N）完全适用。但泊松感染率预测（P(≥1) = 1 − e^(−MOI)）是为随机病毒感染设计的，细菌主动侵袭不严格服从泊松过程，感染率数字仅供参考。